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Origami im Mikrokosmos: Wie man Gene in die Zange nimmt

Biolog:innen der Universität Regensburg zeigen, wie Proteine in unserem Zellkern zusammenarbeiten, damit unsere Gene effizient abgelesen werden.


12. Juni 2020

Für Biolog:innen zählt zu den wichtigsten Fragen, wie Gene in menschlichen Zellen mit hoher Präzision entschlüsselt werden. Maßgeblich beteiligt sind hier winzige molekulare Maschinen, sogenannte RNA Polymerasen, die unsere Gene in RNA-Moleküle übersetzen. Die RNA wird anschließend genutzt, um lebensnotwendige Enzyme zu erzeugen. Der Übersetzungsprozess der RNA Polymerasen wird Transkription genannt. Je nach Gentyp wird die Übersetzung der DNA durch RNA Polymerasen des Typs I, II oder III durchgeführt. Für die Zelle ergibt sich damit eine große Herausforderung: Wie erkennt die jeweilige RNA Polymerase, welche der ca. 25.000 Gene sie ablesen soll? Dieses Problem wird von Transkriptionsfaktoren gelöst, die den Startpunkt einer Subklasse von Genen erkennen und die RNA Polymerase genau zu diesem Startpunkt lotsen. Zudem ist die DNA in der Zelle unter Spannung, da sie nicht als linearer Faden in unseren Zellkernen vorliegt, sondern wie die Angelschnur bei einer Angel aufgewickelt ist. Das führt zu mechanischer Spannung in der DNA. Wie Transkriptionsfaktoren auf diese winzigen Krafteinwirkungen reagieren, konnte bisher jedoch nicht quantifiziert werden, da eine passende Methode fehlte.

Die DNA-Origami-Nanoklammer entschlüsselt die Funktionsweise von Transkriptionskomplexen.
©
Kevin Kramm

Biolog:innen der Universität Regensburg um Prof. Dr. Dina Grohmann haben zusammen mit Wissenschaftler:innen der LMU München eine Methode entwickelt, mit deren Hilfe man gezielt konstante Kräfte auf ein einzelnes, nur wenige Nanometer großes DNA-Molekül ausüben und gleichzeitig dessen Reaktion auf die angelegte Kraft beobachten kann. Die Regensburger Forscher:innen, die auch dem SFB 960 angehören, bastelten mithilfe der DNA-Origami-Technik zunächst aus vielen künstlichen DNA-Strängen gezielt nanometergroße, molekulare Klammern, die so konstruiert sind, dass sie selbständig Kräfte ausüben können. In den so designten DNA-Klammern spannten sie in der Mitte eine Sequenz ein, die den Genstart simuliert, an den wiederum die zu untersuchenden Transkriptionsfaktoren binden. Kraft können sie ausüben, indem sie den in der Klammer befestigten Einzelstrang gezielt um einzelne Basen verkürzen. „Das ist, als würde man eine Feder leicht spannen“, erklärt Dina Grohmann. Damit lassen sich gezielt unvorstellbar kleine Kräfte zwischen 0 und 15 Pico-Newton ausüben, das sind Billionstel Newton. So konnte die Situation in der Zelle nachgestellt und überprüft werden, ob die Initiationsfaktoren ihre Aufgabe noch richtig ausführen können, wenn kleinste Kräfte im Inneren einer Zelle an der DNA zerren. Gepaart mit einer hochsensitiven fluoreszenzbasierten Messmethode, dem sogenannten Förster-Resonanzenergietransfer (FRET), kann wie mit einem Nanometerlineal bei hunderten von einzelnen Molekülen nachgemessen werden, ob die Initiationsfaktoren durch ihre Bindung an die DNA, kleinste Krümmungen in der DNA hervorrufen. „Interessant ist, dass nicht alle Moleküle auf die Spannung in der DNA gleich reagieren“, sagt Kevin Kramm, der als Doktorand die Messungen durchgeführt hat.

In Zusammenarbeit mit Forscher:innen des Institutes of Cancer Research (London) und der Universität Bristol demonstrierte das Team um Prof. Grohmann nun, dass die spezialisierten RNA Polymerasen der Klasse III den zusätzlichen Transkriptionsinitiationsfaktor Bdp1 benötigen, um sicherzustellen, dass der Genstartpunkt selbst bei hohen Spannungen in der DNA zuverlässig und präzise erkannt wird. Wie mit einem Sicherungsring umschließen die Initiationsfaktoren nur in Anwesenheit von Bdp1 den DNA-Doppelstrang und stellen sicher, dass die RNA Polymerase dringend benötigte kurze RNAs in hoher Kopienzahl in der Zelle erzeugt. „Mit unseren Daten können wir nun endlich erklären, warum die Evolution sich diesen Faktor, den die anderen RNA Polymerase Typen nicht benötigen, ‚ausgedacht‘ hat“, so Grohmann abschließend.

Originalpublikation:
Kevin Kramm, Tim Schröder, Jerome Gouge, Andrés Manuel Vera, Kapil Gupta, Florian B. Heiss, Tim Liedl, Christoph Engel, Imre Berger, Alessandro Vannini, Philip Tinnefeld and Dina Grohmann “DNA origami-based single-molecule force spectroscopy elucidates RNA Polymerase III pre-initiation complex stability“, Nature Communications (2020)
DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-020-16702-x


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Prof. Dr. Dina Grohmann
Lehrstuhl für Mikrobiologie & Archaeenzentrum
Universität Regensburg
Telefon: 0941 – 943 3147
E-Mail: dina.grohmann@ur.de

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